修回日期: 2005-07-31
接受日期: 2005-08-03
在线出版日期: 2005-09-28
目的: 研究小鼠树突状细胞(DC)在体内的迁移、分布、形态特征及趋化因子的表达情况, 探讨趋化因子在黏膜免疫模型鼠体内的表达及其在DC迁移过程中的调控作用.
方法: 采用光镜、免疫组织化学和原位杂交染色方法, 观察肿瘤模型鼠中DC的分布和形态学特征; 分析S-100蛋白、单核细胞趋化蛋白-1(MCP-1)、T细胞特异性趋化因子(Rantes)、巨噬细胞炎性蛋白-1β(MIP-1β)和趋化因子受体7 (CCR7)的表达情况, 并与对照组进行比较.
结果: 在黏膜免疫模型小鼠体内的DC主要分布于肠系膜淋巴结(MLN)、集合淋巴小结(PP)和胃肠(GUT), 与对照组数量比较有显著差异, (35.32 ± 3.17 vs 15.03 ± 1.81, 29.14 ± 2.03 vs 11.35 ± 0.97, 27.96 ± 1.97 vs 9.86 ± 0.82, P<0.01)其MCP-1, Rantes, MIP-1β和CCR7表达明显增高, 分别与对照组数密度和面密度比较有显著差异.
结论: 在黏膜免疫模型小鼠体内的DC可向肠系膜淋巴结、集合淋巴小结和胃肠等器官迁移和聚集; MCP-1, Rantes, MIP-1β和CCR7表达均明显升高.
引文著录: 谢遵江, 贺业春, 贾立敏, 刘颖, 刘丽. 树突状细胞在黏膜免疫模型鼠体内的分布及趋化因子的表达. 世界华人消化杂志 2005; 13(18): 2210-2212
Revised: July 31, 2005
Accepted: August 3, 2005
Published online: September 28, 2005
AIM: To investigate the migration, distribution and morphological characteristics of dendritic cells (DCs) and the expression of chemokines in the mouse models of mucosal immune.
METHODS: The distribution and morphological characteristics of DCs in the mouse models were observed by light microscopy, immunohistochemical method, and in situ hybridization staining. The expression of S-100 protein, monocyte chemotactic protein-1(MCP-1), regulated upon activation, normal T cell expressed and secreted chemokine (Rantes), macrophage inflammatory protein-1β(MIP-1β) mRNA and C-C chemokine receptor 7(CCR7) mRNA were analyzed.
RESULTS: The in vivo DCs were mainly located in the mesenteric lymph node(MLN), Peyer's Patch(PP), and tissues of gut in the mouse model of mucosal immune. The number of DCs was significantly larger in the model group than that in the controls(35.32 ± 3.17 vs 15.03 ± 1.81, 29.14 ± 2.03 vs 11.35 ± 0.97, 27.96 ± 1.97 vs 9.86 ± 0.82, P < 0.01). The expression of MCP-1, Rantes, MIP-1βmRNA and CCR7 mRNA in the mucosal immune mice were significantly increased, and their number and area densities were markedly higher than those the controls.
CONCLUSION: The in vivo DCs can migrate and gather to the MLN, PP and gut in the mucosal immune mice, and the expression of MCP-1, Rantes, MIP-1βmRNA and CCR7 mRNA are significantly elevated.
- Citation: Xie ZJ, He YC, Jia LM, Liu Y, Liu L. Distribution of dendritic cells and expression of chemokines in mouse models of mucosal immune in vivo. Shijie Huaren Xiaohua Zazhi 2005; 13(18): 2210-2212
- URL: https://www.wjgnet.com/1009-3079/full/v13/i18/2210.htm
- DOI: https://dx.doi.org/10.11569/wcjd.v13.i18.2210
树突状细胞(dendritic cell, DC)是目前已知功能最强的专职性抗原递呈细胞, 已成为近年来免疫学研究的热点[1-3]. 我们通过观察体内DC在黏膜免疫状态下的分布和形态学特征, 以及趋化因子的表达与DC在体内迁移过程中的调控关系, 从而为进一步研究DC的功能提供形态学基础, 为揭示肠黏膜免疫机制提供理论依据, 从而为经口免疫疫苗和新药的研制和开发提供广阔前景.
兔抗小鼠S-100蛋白一抗, 兔抗小鼠Rantes一抗, 兔抗小鼠MCP-1一抗, 羊抗兔SABC免疫组化试剂盒, MIP-1β原位杂交检测试剂盒及CCR7原位杂交检测试剂盒, 均购自博士德生物工程有限公司. BALB/c小鼠35只, 雌雄各半, 体质量18-22 g, 周龄6-8 wk, 无菌环境饲养, 由中国农业科学院哈尔滨兽医研究所提供. 伤寒杆菌(TH)活菌悬液由哈尔滨医科大学微生物学教研室提供.
经适应性无菌饲养3 d后进行第1次免疫, 实验组30只小鼠经口灌入1011个菌/L伤寒杆菌悬液0.0 004 L, 经无菌饲养7 d后, 进行第2次灌注, 剂量和方法与第1次相同. 对照组(5只)小鼠经口灌入无菌生理盐水0.0 004 L. 第2次灌服后7 d的小鼠即为黏膜免疫模型鼠[5]. 第2次灌服后7 d的30只实验组小鼠和正常对照组5只小鼠经脱颈椎全部处死, 分别取肠系膜淋巴结、集合淋巴小结、胃和空回肠, 经40 g/L多聚甲醛固定, 常规免疫组织化学染色, 一抗采用兔抗小鼠S-100蛋白, 兔抗小鼠Rantes, 兔抗小鼠MCP-1. 对S-100蛋白免疫组织化学染色切片进行观察, 选择阳性细胞最多处, 在5个高倍视野(×132)进行阳性细胞计数, 计算出平均值和标准差. 另常规原位杂交染色, 按MIP-1β原位杂交检测试剂盒和CCR7原位杂交检测试剂盒说明书操作. 对MCP-1和Rantes免疫组织化学染色切片和MIP-1β和CCR7原位杂交染色切片进行观察, 分别随机各抽取20张切片, 每张切片随机取2个高倍视野(×132), 输入图像分析软件处理系统(北航图像中心), 在显示器的图片中分别统计其数量分布(数密度)和所占的面积(面密度), 分别计算数密度和面密度平均值和标准差.
统计学处理 经t检验统计学处理.
经S-100蛋白免疫组织化学染色, 可见被染成棕黄色的DC在肠系膜淋巴结(MLN)内主要分布于髓窦和副皮质区, DC的胞质和突起着色明显, 细胞似圆形, 细胞表面可见刺状突起. DC在集合淋巴小结(PP)内散在于淋巴小结中, DC的胞质和突起被染成棕黄色. 在胃肠(GUT)内DC主要存在于黏膜层和黏膜下层. 黏膜层内可见散在分布的胞体较小的DC. 在实验组S-100蛋白表达数量明显增多, 分别与对照组比较, 有显著差异(P<0.01, 表1).
MCP-1主要表达于DC、淋巴细胞和巨噬细胞. 在肠系膜淋巴结(MLN), MCP-1主要分布于副皮质区和髓窦内, 阳性表达细胞被染成棕黄色, 数量较多; 在集合淋巴小结(PP), 分布于圆顶区, 阳性表达细胞散在于圆顶区上皮细胞之间; 在胃肠, 主要分布于黏膜层和黏膜下层, 于黏膜层和黏膜固有层可见阳性表达细胞. 黏膜免疫状态下, MCP-1表达明显增高, 分别与对照组比较, 分布数密度(面密度)有显著差异(P<0.01, 表2).
| 分组 | MLN | PP | GUT |
| MCP-1实验组 | 2.57±0.37(2.13±0.25)b | 1.89±0.83(1.58±0.79) b | 3.10±0.47(1.71±0.81)b |
| 对照组 | 0.51±0.19(0.37±0.06) | 0.41±0.16(0.27±0.05) | 0.74±0.19(0.41±0.07) |
| Rantes实验组 | 2.19±0.26(1.92±0.88) b | 1.01±0.49(0.78±0.21) b | 1.29±0.51(0.77±0.23)b |
| 对照组 | 0.38±0.07(0.29±0.06) | 0.13±0.04(0.08±0.07) | 0.27±0.05(0.07±0.03) |
| MIP-1β实验组 | 2.03±0.31(1.66±0.71) b | 0.98±0.18(0.76±0.21) b | 3.48±0.53(3.17±0.49)b |
| 对照组 | 0.53±0.29(0.28±0.07) | 0.19±0.06(0.08±0.01) | 0.81±0.22(0.74±0.17) |
| CCR7实验组 | 5.81±2.01(4.63±0.82) b | 3.79±0.66(3.64±0.63) b | 2.78±0.44(2.17±0.41)b |
| 对照组 | 1.01±0.27(0.92±0.21) | 0.73±0.11(0.64±0.13) | 0.50±0.07(0.49±0.19) |
Rantes主要表达于DC、淋巴细胞和巨噬细胞. 在肠系膜淋巴结(MLN), Rantes主要分布于副皮质区和髓窦内. 阳性表达细胞散在分布于淋巴结内, 数量较多; 在集合淋巴小结(PP), 分布于圆顶区. 阳性反应细胞主要分布于上皮细胞之间, 呈星形; 在胃肠(GUT), 主要分布在黏膜层和黏膜下层. 阳性反应细胞散在分布于黏膜层上皮细胞之间. Rantes在实验组MLN、PP和GUT中表达明显增高, 在对照组极少表达, 二者分别比较, 分布数密度(面密度)有显著差异(P<0.01, 表2).
MIP-1βmRNA主要表达于DC、淋巴细胞和巨噬细胞. 在肠系膜淋巴结(MLN), MIP-1βmRNA主要分布于副皮质区和髓窦内. 阳性表达细胞数量较多, 较广泛地分布于淋巴结内; 在集合淋巴小结(PP), 阳性反应细胞存在于圆顶区; 在胃肠(GUT), 主要分布于黏膜层和黏膜下层. 于黏膜下层可见数量较多的阳性表达细胞. MIP-1βmRNA在黏膜免疫状态下表达明显增高, 分别与对照组比较, 分布数密度(面密度)有显著差异(P<0.01, 表2)
CCR7mRNA主要表达于DC、淋巴细胞和巨噬细胞. 在肠系膜淋巴结(MLN), CCR7mRNA主要分布于副皮质区和髓窦. 在副皮质区内有数量较多的散在分布的阳性反应细胞; 在集合淋巴小结(PP), 存在于淋巴小结和圆顶区. 阳性反应细胞散在于淋巴小结内及血管周围, 数量较多; 在胃肠(GUT), 阳性反应细胞主要分布于黏膜层和黏膜下层, 数量多, 分布广泛. CCR7mRNA在黏膜免疫状态下于实验组MLN、PP和GUT中强阳性表达, 对照组表达较弱, 两者比较, 分布数密度(面密度)有显著差异(P<0.01, 表2).
DC是一组形态、结构和功能异质性的专职的抗原递呈细胞, 广泛分布于血液、肝脏、脾脏、淋巴结及其他非淋巴组织[4]. 谢遵江 et al[5-7]在成功建立黏膜免疫鼠模型的基础上, 对上皮内、黏膜固有层、集合淋巴小结和肠系膜淋巴结内淋巴细胞进行研究, 提出在抗原诱导下, 淋巴细胞可向上皮内、黏膜固有层、集合淋巴小结和肠系膜淋巴结内迁移. Henderson et al[8]报道细菌感染可激活DC并使DC成熟, 这种激活作用明显有利于DC的迁移和抗原的递呈[9-12]. 我们通过S-100蛋白免疫组织化学染色, 观察到实验组肠系膜淋巴结、集合淋巴小结和胃肠内DC的数量比对照组明显增多(P<0.01), 因此证明了在抗原刺激诱导下, 体内的DC有向淋巴组织和非淋巴组织迁移和聚集特性的结论. 趋化因子和趋化因子受体在树突状细胞迁移和集聚中起着关键性作用. 在炎症介质诱导下, MIP-1β, MCP-1和Rantes表达上调. MIP-1β和Rantes在趋化成熟DC进入淋巴器官T细胞区的关键作用, 在SLC缺陷鼠中进一步得到证实[13], 在这种模型鼠中, DC经皮下注射和接触致敏均不能在淋巴器官聚集, 因而提示MIP-1β和Rantes有趋化DC迁移和聚集的作用[14,15]. 我们观察到趋化因子MIP-1β, MCP-1, Rantes和CCR7在黏膜免疫模型鼠中表达明显增高, 与对照组比较有显著差异(P<0.01). 提示这些趋化因子有趋化DC向淋巴组织和非淋巴组织迁移和集聚的作用, 同时也表明, DC在成熟和迁移过程中, 这些趋化因子的表达上调.
总之, 在DC迁移过程中, MIP-1β, MCP-1, Rantes和CCR7表达增高, 提示这些相关因子在DC迁移过程中, 起关键性的调控作用. 因此, 促进MIP-1β, MCP-1, Rantes特别是CCR7的高表达, 将为树突状细胞抗感染治疗提供一个新的方向, 同时也为开发新的疫苗和免疫因子治疗提供依据.
电编:李琪 编辑:潘伯荣 审读:张海宁
| 1. | Steinman RM, Cohn ZA. Identification of a novel cell type in peripheral lymphoid organs of mice. I. Morphology, quantitation, tissue distribution. J Exp Med. 1973;137:1142-1162. [PubMed] [DOI] |
| 2. | Banchereau J, Steinman RM. Dendritic cells and the control of immunity. Nature. 1998;392:245-252. [PubMed] [DOI] |
| 4. | Lynch KR, O'Neill GP, Liu Q, Im DS, Sawyer N, Metters KM, Coulombe N, Abramovitz M, Figueroa DJ, Zeng Z. Characterization of the human cysteinyl leukotriene CysLT1 receptor. Nature. 1999;399:789-793. [PubMed] [DOI] |
| 8. | Henderson RA, Watkins SC, Flynn JL. Activation of human dendritic cells following infection with Mycobacterium tuberculosis. J Immunol. 1997;159:635-643. [PubMed] |
| 9. | Austrup F, Vestweber D, Borges E, Löhning M, Bräuer R, Herz U, Renz H, Hallmann R, Scheffold A, Radbruch A. P- and E-selectin mediate recruitment of T-helper-1 but not T-helper-2 cells into inflammed tissues. Nature. 1997;385:81-83. [PubMed] [DOI] |
| 10. | Fernandez NC, Lozier A, Flament C, Ricciardi-Castagnoli P, Bellet D, Suter M, Perricaudet M, Tursz T, Maraskovsky E, Zitvogel L. Dendritic cells directly trigger NK cell functions: cross-talk relevant in innate anti-tumor immune responses in vivo. Nat Med. 1999;5:405-411. [PubMed] [DOI] |
| 11. | Sallusto F, Mackay CR, Lanzavecchia A. The role of chemokine receptors in primary, effector, and memory immune responses. Annu Rev Immunol. 2000;18:593-620. [PubMed] [DOI] |
| 12. | McWilliam AS, Nelson D, Thomas JA, Holt PG. Rapid dendritic cell recruitment is a hallmark of the acute inflammatory response at mucosal surfaces. J Exp Med. 1994;179:1331-1336. [PubMed] [DOI] |
| 13. | Förster R, Schubel A, Breitfeld D, Kremmer E, Renner-Müller I, Wolf E, Lipp M. CCR7 coordinates the primary immune response by establishing functional microenvironments in secondary lymphoid organs. Cell. 1999;99:23-33. [PubMed] [DOI] |