三氧化二砷治疗肝癌的分子机制

摘要

三氧化二砷(As₂O₃)在白血病和各类实体瘤的治疗中广泛应用. 肝细胞肝癌(hepatocellular carcinoma, HCC)是消化系统常见的肿瘤. 其恶性程度高、预后差. As₂O₃在与肝癌细胞的研究表明, 他可以发挥细胞凋亡的正向调控作用, 抑制肿瘤细胞增殖, 是较好的抗肿瘤药物之一. 但As₂O₃同时作为一种致癌物, 与含巯基的大分子蛋白结合, 影响细胞的正常代谢, 导致细胞内信号转导通路异常调节, 抑癌基因失活等, 从而引起皮肤异常改变和其他内脏肿瘤如肝癌、肺癌、膀胱癌的发生. 因此研究As₂O₃对肝细胞作用的机制对有效防治HCC有很重要的意义. 本文从As₂O₃的生物学抗癌效应入手综述其治疗肝癌的分子机制.

关键词: N/A

N/A

N/A

Correspondence to: N/A

Received: September 18, 2004
Revised: February 22, 2005
Accepted: May 25, 2005
Published online: July 28, 2005

Abstract

N/A

Key Words: N/A

0 引言

砷是一种灰色类金属, 元素周期表中第33号元素, 相对原子质量Ar74.192, 相对密度5.173, 不溶于水和强酸, 在自然界中, 砷分布较广泛, 在岩石和砷矿中, 砷常以硫化物的形式存在, 其他形式多以三价砷和五价砷的化合物形式存在, 如亚砷酸酐、砷酸酐、亚砷酸钠、砷酸钠等. 砷的生物学特性具有两面性, 一方面为其剧毒性, 另方面也是生命所必需的超微量元素, 并且有抗癌作用. 在很久以前人类就发现了砷的医用价值, 三氧化二砷(As₂O₃)及四硫化四砷(As₄S₄, 雄黄的主要成分)在白血病和各类实体瘤治疗中都广泛应用, 并已经在中国、美国、欧洲等国成功上市.

我国学者应用As₂O₃治疗急性早幼粒细胞白血病(acute promyelocytic leukemia, APL)取得良好的疗效, 并研究发现As₂O₃治疗APL的主要机制是诱导细胞凋亡, 从而为实体瘤的治疗提供了一个新思路. 肝细胞肝癌(HCC)是消化系统常见的肿瘤, 其恶性程度高、预后差. As₂O₃治疗肝细胞癌的研究表明, 他是较好的抗肿瘤药物之一[1-5]. 但As₂O₃同时是一种致癌物, 可以引起皮肤异常改变和其他内脏肿瘤如肺癌、膀胱癌、肝癌等发生. 因此研究As₂O₃对肝细胞作用的分子机制对有效防治HCC有很重要的意义. 本文从As₂O₃的生物学抗癌效应入手综述其治疗肝癌的分子机制.

1 As ₂O₃对巯基酶及大分子蛋白的影响

1.1 As₂O₃与巯基的相互作用

砷是一种细胞原浆毒, 细胞内的相邻巯基是三价砷的主要化学受体. As₂O₃主要通过与巯基结合, 改变和影响机体内多种酶和大分子蛋白的活性, 继而引起一系列生物学抗癌效应. 进入体内的外源性砷通过激活特异性激酶, 抑制依赖巯基(-SH)的磷酸酶或干扰磷酸转移酶等作用, 改变蛋白的磷酸化状态. 受影响的重要酶系统有: 丙酮酸脱氢酶、磷酸酯酶、细胞色素氧化酶、DNA聚合酶、谷胱甘肽(GSH)、半胱氨酸和二巯基化物如二巯基丙醇等, 由磷酸酶衍变成砷还原酶, 将五价砷还原为三价砷, 抵抗As₂O₃的毒性作用. 因此As₂O₃的毒理学作用机制是对许多酶的巯基有可逆性结合.

砷剂直接作用于巯基(-SH), 以含巯基的酶为主攻方向, 以这类酶的巯基为靶向, 与相关的大分子蛋白结合[6].Hossain et al[7]发现NaAsO₂通过细胞膜到细胞核的信号级联反应, 诱导鼠胸腺T淋巴细胞凋亡. NaAsO₂诱导GPI固定蛋白THYl聚集, 继而有丝分裂原家族激酶MAKP和c-Jun激活, 多聚ADP核糖聚合酶(PARP)降解, 这个全部过程均可被二巯基苏糖醇(DTT)所阻断, 这证明As₃＋必须与巯基蛋白结合, 才能通过信号转导过程诱导T淋巴细胞凋亡.

1.2 As₂O₃影响细胞氧化还原状态的酶类

一般认为, 成人口服砷的中毒剂量为10-50 mg, 致死剂量为60-200 mg. 急性砷中毒通常发生在摄入后30 min, 如与食物一起摄入, 中毒症状出现的时间可延迟. 其主要表现为: 剧烈的恶心、呕吐、腹痛、腹泻和胃肠道出血, 可因脱水和循环系统衰竭导致死亡. 慢性砷中毒则以神经系统症状为主. As^3＋进入体内与多种含巯基的酶如6-磷酸葡萄糖脱氢酶、细胞色素氧化酶、6-氨基酸氧化酶、磷酸氧化酶、胆碱氧化酶、氨基转移酶, 特别是丙酮酸氧化酶相结合, 导致细胞呼吸和氧化磷酸化过程及能量代谢障碍, 损害细胞的呼吸作用. 砷还可通过抑制还原型谷胱甘肽(GSH)等的抗氧化活性或选择性增强细胞色素P450依赖的单加氧酶活性而产生细胞毒性作用. GSH是细胞内抗氧化物. As^3＋与GSH的巯基结合, 抑制了GSH清除自由基抗氧化功能及其重要的解毒功能, 或选择性增强细胞色素氧化酶P450依赖的单氧化酶活性诱导细胞产生活性氧类(ROS).Sakurai et al[8]认为砷剂引起的细胞呼吸、氧化过程、氧化磷酸化过程和能量代谢的障碍以及活性氧类等对细胞多方位的氧化性损害, 可能是导致肿瘤细胞杀灭、凋亡及抑制增殖的基本机制. Yang et al[9]研究膀胱癌、APL和胃肠癌等17种癌细胞系发现GSH在哺乳动物细胞对As₂O₃解毒中起着重要作用. 癌细胞中GSH含量低的对As₂O₃敏感, GSH含量高则对As₂O₃耐药. 而对As₂O₃的敏感性与肿瘤细胞中GSH的转移酶Pi和多药耐药相关蛋白Ⅰ的水平无关, 他们认为肿瘤细胞的GSH水平和g-谷氨酰半胱氨酸合成酶抑制剂BSO(buthionine Sulfoxmine)对GSH的调节水平可作为选用As₂O₃治疗实体瘤的指征. Akao et al[10]在对神经母细胞瘤(NB)细胞的系列研究中也发现对As₂O₃敏感的NB, 其细胞内GSH浓度均低于40 nmol/mg; 当NB细胞内GSH浓度>40 nmol/mg时, As₂O₃不能导致其发生凋亡, 所以内源性GSH浓度的变化是癌细胞对砷剂治疗的敏感性指标. Dai et al[11]研究也表明细胞内GSH含量对As₂O₃诱导凋亡有决定性作用. GSH的含量降低能增加肿瘤细胞对As₂O₃的敏感性, 提示干扰肿瘤细胞内GSH氧化还原系统可以使肿瘤对As₂O₃的抑制增殖和诱导凋亡作用更敏感. 用N-酰半胱氨酸或硫辛酸增加细胞内GSH浓度, 可阻断As₂O₃诱导的凋亡. 用BSO降低细胞内GSH浓度, 可使HL60和U937细胞对As₂O₃的敏感性增加. Kito et al[12]研究As₂O₃治疗HCC, HLE, HLF, HuH7和HepG2时, 发现BSO通过下调GSH的表达使HLE细胞对As₂O₃化疗敏感. 当BSO和As₂O₃联合应用时增加ROS产物, 促进细胞凋亡.

2 As ₂O₃治疗肝癌的分子机制

2.1 诱导细胞凋亡

细胞凋亡是细胞的一种基本生物学现象, 在多细胞生物去除不需要的或异常的细胞中起着必要的作用, 在生物体的进化、内环境的稳定以及多个系统的发育中起重要作用. 细胞凋亡不仅是一种特殊的细胞死亡类型, 而且具有重要的生物学意义及复杂的分子生物学机制[13].As₂O₃诱导恶性肿瘤细胞凋亡的分子机制是基因控制的自主有序过程, 需多种基因及其产物参与. (1)在As₂O₃诱导细胞凋亡的过程中, 凋亡信号直接作用于线粒体, 引起其结构与功能的改变. 线粒体是对砷最敏感的细胞器, 线粒体功能障碍可能是细胞启动凋亡的重要因素之一. 线粒体膜通透性转运孔(MPT)是位于线粒体内膜和外膜接触点的一组多蛋白的复合物, 主管膜内外交通. MPT的重要成分是邻近含巯基的腺嘌呤核苷转位蛋白(ANT), ANT很可能是As₂O₃诱导MPT开放和细胞凋亡的触发器. As^3＋与这些巯基结合形成二硫键, 则MPT开放. 当As^3＋导致细胞能量代谢障碍及ROS等氧化物损害了线粒体膜时, 也同样使MPT通透性增强. 随之是线粒体跨膜电位(Dym)降低或消失, 细胞色素C和其他凋亡诱导因子(AIF)的产生和释放到胞质中, 继而出现级联凋亡反应[14].As₂O₃诱导细胞凋亡途径是多种形式、复杂变化的. Shen et al[15]报道以As₂O₃处理食管癌细胞系2 d后即可见凋亡现象, 表现为线粒体的凝聚, 这种变化早于染色质的凝聚, 证明线粒体是As₂O₃作用的最早标. Susin et al[16]发现亚砷酸以环孢素Cyclosporin和Bcl-2抑制的方式诱导MPT开放. 体外纯化重组的0.2 mmol/L的DTT能阻断As₂O₃诱导的细胞Dym的消失, 并阻断Caspase(胱冬肽酶)活化和细胞凋亡, BSO则能与As₂O₃协同增强凋亡作用. As₂O₃除引起线粒体功能障碍诱导凋亡外, 还有: (2)与蛋白和氨基酸分子中的巯基结合, 影响巯基酶活性, 使蛋白灭活, 导致细胞代谢异常而发生细胞凋亡; (3)As₂O₃处理肿瘤细胞后, Bcl-2表达减少, Bax表达增加, 使Bcl-2与Bax比例下降而发生细胞凋亡; (4)通过促使癌细胞Fas的表达而促进癌细胞凋亡; (5)激活胱冬肽酶的活性诱导凋亡. 细胞粒体功能障碍导致胱冬肽酶级联激活, 促使凋亡反应最终得以完成. MPT半开放, 线粒体AIF释放到胞质后, 激活了胱冬肽酶家族的某些成员, 导致细胞蛋白选择性降解. Bcl家族成员可能通过调控这些分子的亚细胞定位和活性, 实现其调控细胞凋亡的作用. Akao et al[10]发现砷剂诱导KOLL44和LYH7的凋亡与胱冬肽酶有关, As₂O₃诱导NB4细胞凋亡与胱冬肽酶-3(Cp-3)活化有关, 通过Western blot方法应用胱冬肽酶-8抑制物ACIETD-CHO进行凋亡抑制分析, 结果显示NB4细胞凋亡时伴有胱冬肽酶-8的活化. Jiang et al[17]研究发现以As₂O₃诱导人胃癌细胞系AGS凋亡时伴有胱冬肽酶-3的激活, 同时可见胱冬肽酶-3的Mr 17 000肽的碎片、PARP裂解的Mr 85 000裂解产物, 他们用胱冬肽酶的广谱抑制物ZVAD-fmk和胱冬肽酶-3特异抑制物DEAD-fmk可以部分抑制CP激活的AGS凋亡. 一些研究还认为在胱冬肽酶家族中胱冬肽酶-2、8、9、10为始动酶, 而胱冬肽酶-3、6、7则起效应作用. 因此, 胱冬肽酶级联形式的活化是As化合物诱导凋亡的重要信号通路. 在某一剂量范围的As₂O₃所激活的胱冬肽酶家族成员, 参与了某种或某些方式的诱导凋亡.

治疗肿瘤最重要的作用机制就是促进肿瘤细胞凋亡. 对肝癌的研究也证实As₂O₃有明显的效果. Qian et al[18]用As₂O₃治疗中晚期原发性肝胆癌共33例, 其中肝癌29例, 胆囊癌4例, 单用As₂O₃ 15 mg·d-1, 静脉滴注, 连用14-21 d为一周期, 间歇wk重复. 结果29例原发性肝癌中, 4例达PR, 21例无变化(NC), 4例PD;4例胆囊癌中, 1例CR, 2例NC, 1例PD, 总有效率(CR+PR)为15.2%. 因此, 无论是在血液肿瘤还是肝胆肿瘤中As₂O₃都是通过促进细胞凋亡达到抑瘤效果的.

2.2 As₂O₃干扰细胞信号转导和转录活化因子(signal transducers and ctivators of transcription, STAT)途径

细胞信号转导通路的激活, 对于肝细胞内信号转导通路的影响, 使肝细胞基因组转录产生异常调节, 抑癌基因表达水平的下降或失活, 以及原癌基因和癌基因的激活、过表达都可对HCC的发生、发展产生影响[19]. 有丝分裂原活化蛋白激酶(MAPK)是介导细胞信号转导的重要分子, 普遍存在于多种生物, 包括酵母和哺乳动物细胞. 自Sturgill et al[20]于1991年从动物细胞中鉴定出细胞外信号调节激酶(ERK)以后, MAPK信号转导通路的研究取得迅速发展. 除ERK外, 还发现并克隆了c-Jun氨基末端激酶(JNK)/应激激活蛋白激活酶(SAPK)、p38和ERK5等MAPK亚族. 该激酶级联首先在促细胞分裂素所致的微管结合蛋白(MAP)激酶活化的途径中发现, 故称MAP激酶级联. MAPK级联的核心是由三个Ser/Thr蛋白激酶:MAPK、MAPKK、MAPKKK组成. 级联方向为MAPKKK-MAPKK-MAPK.MAPK信号转导通路采用高度保守的三级激酶级联转导信号, 细胞外刺激通过某些环节使MAPKK激活, 转化MAP激酶激酶(MKK, MAP kinase kinase), 然后通过对苏氨酸和酪氨酸双位点磷酸化激活MAPK. 细胞外刺激作用于细胞, 通过多级激酶级联使MAPK激活, 激活的MAPK可通过磷酸化转录因子、细胞骨架相关蛋白、酶类等多种底物调节细胞生理过程. 因此, 促细胞分裂素刺激的胞内信号级联反应概括为4步连续反应: (1)Ras的活化; (2)Raf-1的活化; (3)MAPK级联的活化; (4)核效应. 哺乳动物细胞中, 存在三条平行的MAPK级联反应, 有ERK途径、JNK/SAPK、p38途径. 后两条途径主要对抑制细胞生长的刺激产生应答, 如化学制剂、渗透压改变、热休克、蛋白合成抑制剂、脂多糖(LPS)和肿瘤坏死因子(TNF)等. 三条MAPK级联的Ser/Thr蛋白激酶具有相似的一级结构、活化机制和被底物识别的最小序列(TYY). 同一刺激能引起不同的平行级联应答, 表明这些平行途径之间存在互相影响的通路. 三条途径的重要区别在于MAPK级联上游激酶活化的机制不同, ERK途径的MAPK级联上游激酶Raf-1被Ras直接活化, 在凋亡信号启动的细胞凋亡过程中, PAK65可能是JNK和p38途径的MAPK级联上游激酶, 受Ras的间接调节而被活化[21]. 他们通过相互独立的信号途径激活小G2蛋白-MAPKKKs-MAPKKs-MAPKs. 当细胞经As₂O₃处理后, 则出现MAPK信号转导, 同时应激相关的JNK、SAPK以及p38/MPK2, 表明As₂O₃诱导凋亡可能与MAPK信号通路有关[22-23]. 此外, As₂O₃还可以降低酪氨酸激酶(PTK)活性, PTK在细胞增殖和分化的信号转导中起重要的作用. Li et al[24]在研究As₂O₃诱导K562凋亡中观察到细胞的PTK活性和BCR/ABL及ABL特异蛋白的PTK活性均降低. 随着PTK活性降低, 细胞内某些蛋白酪氨酸磷酸化过程也减少, 提示As₂O₃通过降低PTK活性来阻断BCL/ABL的抗凋亡信号的传导而诱导K562细胞凋亡. Hossain et al[7]研究也证明NaAsO₂诱导多胺合成的限速酶-鸟氨酸脱羧酶(ODC)的活性表达增高, 从而导致鼠T淋巴细胞MAPK信号转导激活引起凋亡.

除了MAPK级联的ERK、JNK/SAPK、p38和PTK外, 在信号转导中起着重要作用的还有丝氨酸/苏氨酸(Ser/Thr)磷酸化激酶. MAPKK磷酸化并激活MAPK, 而MAPKK被上游的蛋白激酶如Raf、Mos和MAPKKK激活[25]. 最常见的如Raf-1, 是已知的许多激活MAPKK的细胞激酶之一, 在细胞对刺激产生增殖响应的Ras信号转导通路中起着关键作用. 被激活的Ras(即Ras-GTP)可与Raf-1的N-末端域结合. 在与Ras-GTP结合并且其酪氨酸被磷酸化后, Raf-1可激活MAPKK. 例如, 在白介素-2(IL-2)刺激下, Raf-1的酪氨酸被激活的SRC激酶(pp60SRC)磷酸化. 这个磷酸化作用对于Raf-1与Ras-GTP结合, 并激活激酶MAPKK是绝对必须的[26]. 许多因子都可以充分激活Raf-1, 例如, 蛋白激酶C(PKC), Ras-GTP和被激活的SRC激酶. 然而, 这些因子最终并不总是导致同样的结果, 相反地, 常常产生各种各样不同的响应. 比如, 蛋白激酶C将Raf-1磷酸化, 随后用佛波酯处理, 尽管这使得Raf-1的自身磷酸化增加了, 但是MAPKK并未被激活. 而一旦MAPKK被Raf-1激活, 就会把目标瞄准MAP激酶的异构体. 这些胞质Ser/Thr MAP激酶的异构体, 即ERK-1和ERK-2被激活和向细胞核转移是信号转导通路上游Ras激活的最终结果. 如上所述, Raf-1激活了MAPKK, 后者则将MAPK的苏氨酸和酪氨酸磷酸化而将他激活. 然后, MAPK磷酸化, 并激活细胞核的转录因子, 包括c-myc、c-Jun、c-fos、核因子-IL-6(NF-IL-6)、细胞质磷脂酶A2(cPLA2)、表皮生长因子受体(EGF-R)和蛋白激酶, 如c-Raf-1、MAPKK和p90rsk(蛋白磷酸酯酶-1, PP-1的糖原结合亚基)[21,26]. 用MEK2作为酵母双杂交的诱饵, 除c-Raf和KSR外, a-Raf是和MEK2作用的新配体. 体外结合实验证实了这种作用, 作用点位于代表a-Raf激酶区的255-606氨基酸残基末端[27]. 可见细胞核转录因子参与了MAPK信号转导通路.

信号转导及转录活化因子(STAT)家族包括7个成员. 不仅参与正常的生理过程, 而且还存在于肿瘤组织中. 信号通常产生于细胞膜表面的受体, PTK被组成性激活(导致信号转导蛋白持续激活)后, 再激活STAT分子并使之磷酸化, 然后进入细胞核内, STAT在核内与特异性的DNA启动子结合调节相关基因的表达. 正常生理条件下各种STAT蛋白的活化过程是短暂的, 通常持续数分钟至几小时. 大多数人类肿瘤中都有STAT的组成性激活, 尤其是STAT1, STAT3和STAT5. STAT1的功能主要与生长抑制有关, 而STAT3和STAT5可通过抑制凋亡或诱导细胞增生作用参与肿瘤的发生和发展. 通过小分子抑制剂阻断PTK的信号转导可抑制不同肿瘤细胞株中STAT3或STAT5的组成性激活. 相对而言, 缺乏STAT活性作用的正常细胞或肿瘤细胞对药物的耐受能力更强, 如使用非显性STAT或反义寡核苷酸直接干预STAT信号时可获得相似的效应. 有关STAT信号途径的研究为人类肿瘤的干预治疗提供了新的分子标靶. 开发STAT蛋白(尤其是作为肿瘤治疗分子靶点的STAT3和STAT5)的抑制剂有助于进一步探究这些蛋白在人类肿瘤中所起的重要作用[28].Cheng et al[29]研究发现As₂O₃可以抑制由IL-6诱导的STAT3酪氨酸激酶磷酸化, 可以直接抑STAT3, 激活MAPK, 使JAK-STAT通路失活. 因此As₂O₃可作为STAT3抑制剂发挥抗瘤效应.

2.3 As₂O₃诱导DNA损伤和促进抑癌基因的表达

砷能抑制DNA修复酶, 加重DNA损伤. 从而抑制肿瘤细胞的增殖. 同时有许多重要的抑癌基因如Bax、Bcl-2、p53及c-myc大量表达, 其中Bcl-2更为重要. Bcl-2蛋白是抗凋亡调控的最后的共同途径之一. 目前认为Bcl-2可能通过以下机制抑制凋亡: (1)对脂质过氧化有保护作用, 使自由基源产生系统不活化; (2)抑制Dym的降低, 从而抑制MPT开放, 抑制细胞色素C(Cyto-C)和凋亡诱导因子(AIF)的释放; (3)可抑制IL1b转化酶(ICE, 属半胱氨酸蛋白酶), 从而抑制IL1b前体转化成有活性的IL1b, 继而诱导Fas基因表达. 因此, Bcl-2下降时, 可引发细胞凋亡. 邓友平et al[30]发现As₂O₃明显降低人宫颈癌Hela细胞存活率, 但不依赖Bcl-2途径, 主要可能通过抑制c-myc基因和病毒致瘤基因的表达来诱导其凋亡. Chenet al[31]报道As₂O₃能在mRNA和蛋白水平明显降低Bcl-2, 但不影响Bax、Bcl-2、c-myc和p53基因的表达. Jiang et al[17]用As₂O₃诱导AGS细胞凋亡时发现, 在As₂O₃处理后4 h即见p53蛋白水平的明显增加, 如同时加入拮抗p53的寡聚核苷酸抑制p53高表达, 则也抑制了细胞凋亡, 表明As₂O₃抑制胃癌细胞株增殖和诱导凋亡作用与p53高表达有关. 邓友平et al[30]在诱导GLC82凋亡中发现As₂O₃对c-myc移位的调解作用可能是诱导凋亡的主要原因, p53基因参与其凋亡是早期过程, 后期可能由p53基因激活的下游基因参与, 同时观察到p16参与其凋亡过程. 另一个重要的肿瘤抑制基因是p15, 其在某些白血病和实体瘤中由于高度甲基化而失活. 陈洪et al[32]用As₂O₃静脉注射建立的HepA腹水型荷肝癌小鼠和实体型荷瘤鼠模型7 d, 发现210 mg/(kg·d)组、315 mg/(kg·d)组均可有效抑制实体瘤的生长, 抑瘤率分别是31.63%、42.13%, 明显比DMSO对照组高(P<0.01). 腹水型荷肝癌小鼠两组平均生存时间分别是(22.50±2.43)d、(22.74±3.65)d, 两组延命率分别是59.29%、76.69%, 明显比DMSO对照组高(P<0.01). 流式细胞术分析腹水标本发现315 mg/(kg·d)组平均凋亡率达53.17%, 而且还发现HepG2肝癌荷瘤鼠经As₂O₃处理后, 实体瘤组织标本中Bcl-2表达下降, Bax表达增加, 使Bcl-2/Bax的比例下降, 认为这可能是诱导肝癌细胞凋亡的分子机制之一. As₂O₃可选择性地抑制肝癌细胞的凋亡[33-38].As₂O₃诱导细胞凋亡可能是通过改变Bcl-2, Bax的表达以及二者之间的比例实现的.

2.4 As₂O₃影响细胞周期的调控

细胞周期素(Cyclin)和其依赖的激酶(CDK)及CDK抑制蛋白(CKLs)三者相互协调从而完成细胞周期. 前二者正向调节, CKLs起负向调节. Huang et al[39]报道, 人Hela细胞在5 mmol/L的NaAsO₂作用下, KB细胞在10mmol/L的NaAsO₂作用下, 两种细胞总数的35%阻抑在分裂期, 且伴有丝分裂异常, 包括混乱的染色体聚合, 纺锤体两极间拉长, 荧光染色微管着色增强. 剂量分析发现NaAsO₂在100 mmol/L以下即能显著增加微管聚合作用, 结果提示As^3＋诱导有丝分裂阻滞是由于As^3＋影响纺锤体功能所致; 他们在研究Hela细胞时, 还发现在诱导有丝分裂同时伴随细胞周期素B(Cyclin B)的逐渐降解和细胞凋亡;As^3＋对Bcl-2转染的Hela细胞只诱导分裂期细胞堆积, 而不诱导凋亡; 并见到Bcl-2高表达抑制Cyclin B的降解, 这表明Cyclin B的降解速度是促进凋亡的决定性因素.

Li et al[40]发现As₂O₃明显抑制GTP诱导的微管蛋白的多聚化和微管形成, 但仍保持GTP诱导的微管蛋白多聚体的稳定性. As₂O₃诱导微管蛋白分子中的两个相邻的半胱氨酸残基(Cys-12和Cys-13)交联, 使结合GTP的这个位点失活, 这可能是As₂O₃抑制GTP诱导效应的机制, 这种非竞争性抑制可导致细胞凋亡. Park et al[41]报道As₂O₃能显著并呈剂量依赖性的使8种骨髓瘤细胞系阻滞在G1/G2-M期, 抑制这些细胞的增殖, 这种作用与As₂O₃诱导周期素依赖激酶的抑制物p21的mRNA及其蛋白水平的增高有关. 他们还观察到As₂O₃通过下调Bcl-2使线粒体膜转运能力的丧失以及Cp-3增高活性, 诱发骨髓瘤细胞凋亡. Seol et al[42]观察到As₂O₃对4种头颈癌细胞系都有抑制增殖作用, 最敏感的PCL细胞系细胞被阻抑在G2/M期. 在此期间, 周期素依赖激酶的抑制物呈时间依赖性增加. 细胞周期调解蛋白的分析证明, As₂O₃并不影响CDK2、CDK4、CDK6和细胞周期素D1、E和A, 但CDC2和细胞周期素B1蛋白水平下降, As₂O₃还能使p21与CDC2的结合显著地增多, 使CDC2激酶活性下降, 结果表明As₂O₃的细胞阻抑作用与诱导p21增高和抑制CDC有关. 刘琳et al[36]用0.5-4.0 mg/L As₂O₃注射液作用于人肝癌细胞株(QGY27701、QGY27703)和正常人肝细胞株(L02)0-72 h, 发现前者细胞生长均受到不同程度抑制, 且抑制作用与药物浓度和作用时间均呈明显依赖关系, 而L02细胞生长未受明显抑制. 秦叔逵et al[33]发现As₂O₃体内外抗肝癌作用, 主要与As₂O₃诱导肝癌细胞发生凋亡有关, 经药物作用后, 肝癌细胞呈典型凋亡形态改变, 如出现凋亡小体, 流式细胞仪检测到亚G1期细胞形成的凋亡峰, As₂O₃实验组实体瘤组织切片检测到凋亡细胞, 其研究还发现As₂O₃作用后肝癌荷瘤鼠组织标本中均见凋亡拮抗基因Bcl-2表达减少, Bax表达增加, 这可能是As₂O₃诱导肝癌细胞凋亡的分子生物学基础. 刘琳et al[36]研究表明As₂O₃诱导QGY27701细胞凋亡属于迟发性凋亡, 在肝癌细胞与正常肝细胞间具有选择性诱导凋亡作用, 并与Bcl-2等基因调控有关, 实验中观察到As₂O₃可使Bcl-2基因表达减少, Bax基因表达增加, 并发现As₂O₃可使癌细胞周期阻滞于S期, 从而阻滞有丝分裂.

2.5 As₂O₃对端粒酶的调节

端粒-端粒酶在肿瘤的发生、发展中起重要作用. Rb、p53、p16、c-myc及p21等癌基因均可影响端粒酶(TLMA)的活性. 绝大多数肿瘤TLMA活性增高. Hytiroglou et al[43]对肝炎和肝癌的端粒酶活性进行比较发现, 肝癌中85%(28/33)显示端粒酶阳性, 肝炎中50%(19/38)端粒酶呈弱阳性, 4例正常肝组织端粒酶阴性. Nakashio et al[44]研究表明, 肝癌细胞的分化程度与端粒酶活性也有关. 分化良好的肝癌细胞端粒酶阳性率为73%(11/15), 中等分化的肝癌细胞为94%(16/17), 低分化的肝癌细胞为100%(5/5). 端粒酶活性的表达可能在肝癌的形成中起重要作用. 楼芳[45]采用序列重复扩增法(TRAP)-聚丙烯酰胺凝胶电泳(PAGE)银染法检测经As₂O₃作用后的肝癌细胞端粒酶活性变化, 发现8.0 mg/L As₂O₃作用于肝癌细胞株SMMC-7721和QGY-7703, 72 h后可完全抑制其端粒酶活性;3.5 mg/L的As₂O₃连续静脉给药7 d后可完全抑制HepG2肝癌小鼠瘤体组织的端粒酶活性; 而5-Fu对照组端粒酶活性未被抑制. 可见, As₂O₃可能是一种良好的肝癌细胞端粒酶活性抑制剂.

2.6 As₂O₃抑制NF-κB的活化

核因子kB(nuclear factor of kB, NF-κB)是一种广泛存在的转录因子, 几乎每个真核细胞中都存在NF-κB, 不同的刺激信号激活该转录因子后, 参与相应的基因表达的调控, 如细胞的生长、分化、凋亡、炎症反应、肿瘤发生等. NF-κB是一种普遍存在的转录因子, 已发现有150多种物质可以激活NF-κB, 受NF-κB调控的基因多达150余种. 最初研究发现NF-κB是由p50和p65两个亚单位组成的异二聚体, 后来发现存在有NF-κB家族, 由于NF-κB与Rel家族有较强的同源性, 所以又把NF-κB与Rel合称为Rel/NF-κB家族, 在哺乳类动物中已发现有Rel/NF-κB家族的5个成员:p65(RelA)、RelB、c-Rel、p50(NF-κB1)、p52(NF-κB2). 在大多数细胞中, p50和p65是NF-κB活性形式的主要成分, 所以通常所说的NF-κB或Rel/NF-κB即为p50/p65异源二聚体[46].As₂O₃可强烈抑制HTLV21和HTLV22(human T2cell leukemia virus type 1, 2)细胞的IkBa磷酸化, 使F-kB不能进入细胞核中, 即抑制了NF-κB的活化, 下调NF-κB依赖性的抗凋亡蛋白Bcl-2启动子的表达. 使得Dym下降及Cyto-c的释放, 导致caspase-3激活, 最终诱导了HTLV21和HTLV22这两种对大多数凋亡诱导剂有抵抗作用的细胞发生凋亡. 可见, 抑制NF-κB的活性也是砷剂诱导肿瘤细胞凋亡的机制之一[47].As₂O₃可以通过激活NF-κB选择性地抑制磷酸肌醇3激酶(PI3K)存活通路, 抑制这种治疗的耐药性[48]. 也可以在非常低剂量下改变糖皮质激素受体(GR)介导的基因激活而不是糖皮质激素基因的表达, 激活GR和GRBD的水平与砷存在明显的剂量反应关系, 这种作用与AP-1和NF-κB介导的基因激活有关[49].

2.7 As₂O₃的其他调控途径

Ca²⁺, NO是新的凋亡信号转导信使[50].As₂O₃可以提高胞质Ca^2+、NO浓度, 胞质Ca²⁺、NO浓度升高与细胞凋亡呈平行关系, 且二者对As₂O₃呈时间、剂量依赖性. 推测砷可能通过以下机制改变胞质Ca²⁺浓度: (1)由于膜表面的Bcl-2相关蛋白具有阳离子选择性通道的功能, Bcl-2能在内质网、细胞核和线粒体水平影响Ca²⁺的亚细胞分布. 因而, 砷等凋亡信号对Bcl-2的抑制作用使Ca²⁺通道开放, 胞质Ca²⁺浓度升高; (2)细胞内活性氧(ROS)活性升高及砷剂直接作用于细胞内钙离子转位酶的巯基均可使胞内外Ca²⁺平衡失控; (3)线粒体Dym下降使Ca²⁺吸收逆转, 导致Ca²⁺由线粒体转移至胞质. 内质网及线粒体内Ca²⁺耗竭可直接或通过加强线粒体内氧化应激而导致细胞凋亡, 而且钙离子本身作为一种凋亡信号, 可调节钙离子敏感的关键酶如蛋白激酶、磷脂酶、核酸内切酶及谷氨酰氨转移酶等诱导凋亡[51-52]. 肿瘤坏死因子(tumor necrosis factor, TNF)是一种具有多种生物学效应的细胞因子, 其生物学效应包括促进细胞生长、分化、凋亡及炎症诱发等. TNF的生物学效应都是通过细胞表面的两种TNF受体引发的, 即Fas(CD95)/FasL(CD178)蛋白, 他们主要分布于活化的T细胞表面, 属于TNF家族, 大多作用于线粒体上游阶段, 由于NB4细胞缺乏CD95, 因此过去认为, As₂O₃诱导凋亡效应不通过Fas/FasL通路. 最近发现As₂O₃通过上调CD95/CD95L的表达、活化胱冬肽酶-8和胱冬肽酶-3将HL260和RL(一种B淋巴细胞系)细胞阻滞在G1期, 并抑制其增生, 诱导其凋亡. 用抗CD95抗体处理细胞, 能够阻止通过CD95/CD95L信号通路诱导的凋亡[53].Liao et al[54]研究AP-1、NF-κB和As₂O₃的关系时, 发现低剂量的As₂O₃可上调AP-1和NF-κB的表达, 通过介导Fas/FasL通路诱导凋亡. 即通过诱发肿瘤坏死因子a介导的免疫应答促使细胞凋亡[55].

肿瘤的发生、发展是一个复杂的自然过程. 近年来, 随着人们对凋亡分子机制的深入研究, 认识到促进肿瘤细胞凋亡是一条全新和有效的治疗途径. As₂O₃正是通过诱导细胞凋亡而起到抗肿瘤作用的, 因此, 诱导肿瘤细胞凋亡已成为研究热点. As₂O₃用于临床治疗白血病已经取得了很大的进展, 但用于治疗肝癌, 国内尚处于多中心协作的临床试验阶段, 国外也正在进行实体瘤Ⅰ、Ⅱ期临床研究. As2O3诱导肿瘤细胞凋亡的某些具体机制尚未完全阐明. 其可能的机制为: (1)As₂O₃选择性的与肝细胞的大分子蛋白或氨基酸分子中的巯基具有强的亲和性, 能影响巯基酶的活性或直接与蛋白的巯基结合, 使蛋白灭活, 引起细胞代谢异常而发生细胞凋亡; (2)下调致癌基因表达或上调抑癌基因表达; (3)导致线粒体内膜电位Dym破坏, 使ATP合成异常, 不能为细胞提供充足能量而引起凋亡; (4)抑制细胞缝隙连接间通讯(GJIC)功能, 使细胞增殖能力减弱而凋亡; (5)As₂O₃体内代谢所形成的亚砷酸取代了磷酸而干扰细胞的能量代谢, 致使细胞退行性变, 发生凋亡; (6)干扰细胞正常的信号转导通路, 导致细胞转录因子异常调节, 诱导凋亡.

总之, As₂O₃既是一种剧毒物质, 又是抑制肿瘤的良好药物, 其确切的致/治癌双向作用机制并未完全阐明. 如何正确的应用其有利的一面是研究关键所在. 因此, 在对As₂O₃的研究过程中, 应运用现代分子生物学新技术, 从新的角度探索其可能的作用机制, 把As₂O₃更好地应用于临床.

备注

编辑:王谨晖 审读:张海宁

参考文献

1.	Yang LJ, Wang WL. Preparation of monoclonal antibody against apoptosis-associated antigens of hepatoma cells by subtractive immunization. World J Gastroenterol. 2002;8:808-814.  [PubMed]  [DOI]

2.	Wang FS, Liu MX, Zhang B, Shi M, Lei ZY, Sun WB, Du QY, Chen JM. Antitumor activities of human autologous cytokine-induced killer (CIK) cells against hepatocellular carcinoma cells in vitro and in vivo. World J Gastroenterol. 2002;8:464-468.  [PubMed]  [DOI]

3.	Zhang G, Long M, Wu ZZ, Yu WQ. Mechanical properties of hepatocellular carcinoma cells. World J Gastroenterol. 2002;8:243-246.  [PubMed]  [DOI]

4.	Sun ZJ, Pan CE, Liu HS, Wang GJ. Anti-hepatoma activity of resveratrol in vitro. World J Gastroenterol. 2002;8:79-81.  [PubMed]  [DOI]

5.	Pu YS, Hour TC, Chen J, Huang CY, Guan JY, Lu SH. Arsenic trioxide as a novel anticancer agent against human transitional carcinoma--characterizing its apoptotic pathway. Anticancer Drugs. 2002;13:293-300.  [PubMed]  [DOI]

6.	Németi B, Gregus Z. Reduction of arsenate to arsenite in hepatic cytosol. Toxicol Sci. 2002;70:4-12.  [PubMed]  [DOI]

7.	Hossain K, Akhand AA, Kato M, Du J, Takeda K, Wu J, Takeuchi K, Liu W, Suzuki H, Nakashima I. Arsenite induces apoptosis of murine T lymphocytes through membrane raft-linked signaling for activation of c-Jun amino-terminal kinase. J Immunol. 2000;165:4290-4297.  [PubMed]  [DOI]

8.	Sakurai T, Ochiai M, Kojima C, Ohta T, Sakurai MH, Takada NO, Qu W, Waalkes MP, Fujiwara K. Role of glutathione in dimethylarsinic acid-induced apoptosis. Toxicol Appl Pharmacol. 2004;198:354-365.  [PubMed]  [DOI]

9.	Yang CH, Kuo ML, Chen JC, Chen YC. Arsenic trioxide sensitivity is associated with low level of glutathione in cancer cells. Br J Cancer. 1999;81:796-799.  [PubMed]  [DOI]

10.	Akao Y, Yamada H, Nakagawa Y. Arsenic-induced apoptosis in malignant cells in vitro. Leuk Lymphoma. 2000;37:53-63.  [PubMed]  [DOI]

11.	Dai J, Weinberg RS, Waxman S, Jing Y. Malignant cells can be sensitized to undergo growth inhibition and apoptosis by arsenic trioxide through modulation of the glutathione redox system. Blood. 1999;93:268-277.  [PubMed]  [DOI]

12.	Kito M, Akao Y, Ohishi N, Yagi K, Nozawa Y. Arsenic trioxide-induced apoptosis and its enhancement by buthionine sulfoximine in hepatocellular carcinoma cell lines. Biochem Biophys Res Commun. 2002;291:861-867.  [PubMed]  [DOI]

13.	Messmer UK, Pfeilschifter J. New insights into the mechanism for clearance of apoptotic cells. Bioessays. 2000;22:878-881.  [PubMed]  [DOI]

14.	Yu Y, Jia P, Huang Y, Cai X, Chen G. [Diamide and cyclosporin A enhanced arsenic trioxide-induced apoptosis in NB4 cells]. Zhonghua Xue Ye Xue Za Zhi. 2002;23:254-257.  [PubMed]  [DOI]

15.	Shen ZY, Shen J, Cai WJ, Hong C, Zheng MH. The alteration of mitochondria is an early event of arsenic trioxide induced apoptosis in esophageal carcinoma cells. Int J Mol Med. 2000;5:155-158.  [PubMed]  [DOI]

16.	Susin SA, Lorenzo HK, Zamzami N, Marzo I, Snow BE, Brothers GM, Mangion J, Jacotot E, Costantini P, Loeffler M. Molecular characterization of mitochondrial apoptosis-inducing factor. Nature. 1999;397:441-446.  [PubMed]  [DOI]

17.	Jiang XH, Wong BC, Yuen ST, Jiang SH, Cho CH, Lai KC, Lin MC, Kung HF, Lam SK. Arsenic trioxide induces apoptosis in human gastric cancer cells through up-regulation of p53 and activation of caspase-3. Int J Cancer. 2001;91:173-179.  [PubMed]  [DOI]

18.	Qian J, Qin S, He Z. [Arsenic trioxide in the treatment of advanced primary liver and gallbladder cancer]. Zhonghua Zhong Liu Za Zhi. 2001;23:487-489.  [PubMed]  [DOI]

19.	成 军. 肝炎病毒蛋白对肝细胞基因组转录调节及信号转导机制的影响. 世界华人消化杂志. 2004;12:253-257.  [PubMed]  [DOI]

20.	Sturgill TW, Ray LB, Anderson NG, Erickson AK. Purification of mitogen-activated protein kinase from epidermal growth factor-treated 3T3-L1 fibroblasts. Methods Enzymol. 1991;200:342-351.  [PubMed]  [DOI]

21.	成 军. 肿瘤相关基因. 第一版. 北京: 北京医科大学出版社 1999; 96-100.  [PubMed]  [DOI]

22.	Iwama K, Nakajo S, Aiuchi T, Nakaya K. Apoptosis induced by arsenic trioxide in leukemia U937 cells is dependent on activation of p38, inactivation of ERK and the Ca2+-dependent production of superoxide. Int J Cancer. 2001;92:518-526.  [PubMed]  [DOI]

23.	Kang SH, Song JH, Kang HK, Kang JH, Kim SJ, Kang HW, Lee YK, Park DB. Arsenic trioxide-induced apoptosis is independent of stress-responsive signaling pathways but sensitive to inhibition of inducible nitric oxide synthase in HepG2 cells. Exp Mol Med. 2003;35:83-90.  [PubMed]  [DOI]

24.	Li JE, Wu WL, Wang ZY, Sun GL. Apoptotic effect of As2S2 on K562 cells and its mechanism. Acta Pharmacol Sin. 2002;23:991-996.  [PubMed]  [DOI]

25.	Cook JG, Bardwell L, Thorner J. Inhibitory and activating functions for MAPK Kss1 in the S. cerevisiae filamentous-growth signalling pathway. Nature. 1997;390:85-88.  [PubMed]  [DOI]

26.	方 福德, 杨 焕明. 分子生物学前沿技术. 第一版. 北京: 北京医科大学中国协和医科大学联合出版社 1997; 54-56.  [PubMed]  [DOI]

27.	Yin XL, Chen S, Yan J, Hu Y, Gu JX. Identification of interaction between MEK2 and A-Raf-1. Biochim Biophys Acta. 2002;1589:71-76.  [PubMed]  [DOI]

28.	俞 丽芬, 吴 云林. 信号传导及转录活化因子STAT与消化系统疾病的关系. 世界华人消化杂志. 2004;12:1196-1201.  [PubMed]  [DOI]

29.	Cheng HY, Li P, David M, Smithgall TE, Feng L, Lieberman MW. Arsenic inhibition of the JAK-STAT pathway. Oncogene. 2004;23:3603-3612.  [PubMed]  [DOI]

30.	邓 友平, 林 晨, 梁 萧. As2O3诱导人宫颈癌Hela细胞凋亡及Bcl-2保护作用的机制研究. 中国科学(C辑). 1999;29:335-338.  [PubMed]  [DOI]

31.	Chen Z, Wang ZY, Chen SJ. Acute promyelocytic leukemia: cellular and molecular basis of differentiation and apoptosis. Pharmacol Ther. 1997;76:141-149.  [PubMed]  [DOI]

32.	陈 洪, 秦 叔逵, 陈 惠英. As2O3诱导人肝癌细胞株SMMC-7721凋亡的实验研究. 肿瘤防治研究. 1998;25:336-338.  [PubMed]  [DOI]

33.	秦 叔逵, 陈 洪, 陈 惠英. As2O3诱导人肝癌细胞株凋亡的初步研究. 临床肿瘤学杂志. 1998;3:40.  [PubMed]  [DOI]

34.	刘 琳, 秦 叔逵, 陈 惠英. As2O3对人肝癌细胞株选择性抑制作用的实验研究. 临床肿瘤学杂志. 1999;4:39-41.  [PubMed]  [DOI]

35.	陈 洪, 秦 叔逵, 潘 麒声. As2O3抗肝癌作用的实验研究. 中华肝脏病杂志. 2000;8:27-29.  [PubMed]  [DOI]

36.	刘 琳, 秦 叔逵, 陈 惠英. As2O3选择性诱导人肝癌细胞凋亡及相关基因的实验研究. 中华肝脏病杂志. 2000;8:70-73.  [PubMed]  [DOI]

37.	陈 惠英, 刘 文虎, 秦 叔逵. 三氧化二砷对肝癌细胞株凋亡的诱导作用. 世界华人消化杂志. 2000;8:532-535.  [PubMed]  [DOI]

38.	陈 惠英, 王 为, 秦 叔逵. As2O3对人肝癌细胞株VEGF表达的影响. 临床肿瘤学杂志. 2000;5:2.  [PubMed]  [DOI]

39.	Huang SC, Lee TC. Arsenite inhibits mitotic division and perturbs spindle dynamics in HeLa S3 cells. Carcinogenesis. 1998;19:889-896.  [PubMed]  [DOI]

40.	Li YM, Broome JD. Arsenic targets tubulins to induce apoptosis in myeloid leukemia cells. Cancer Res. 1999;59:776-780.  [PubMed]  [DOI]

41.	Park WH, Seol JG, Kim ES, Hyun JM, Jung CW, Lee CC, Kim BK, Lee YY. Arsenic trioxide-mediated growth inhibition in MC/CAR myeloma cells via cell cycle arrest in association with induction of cyclin-dependent kinase inhibitor, p21, and apoptosis. Cancer Res. 2000;60:3065-3071.  [PubMed]  [DOI]

42.	Seol JG, Park WH, Kim ES, Jung CW, Hyun JM, Kim BK, Lee YY. Effect of arsenic trioxide on cell cycle arrest in head and neck cancer cell line PCI-1. Biochem Biophys Res Commun. 1999;265:400-404.  [PubMed]  [DOI]

43.	Hytiroglou P, Kotoula V, Thung SN, Tsokos M, Fiel MI, Papadimitriou CS. Telomerase activity in precancerous hepatic nodules. Cancer. 1998;82:1831-1838.  [PubMed]  [DOI]

44.	Nakashio R, Kitamoto M, Tahara H, Nakanishi T, Ide T, Kajiyama G. Significance of telomerase activity in the diagnosis of small differentiated hepatocellular carcinoma. Int J Cancer. 1997;74:141-147.  [PubMed]  [DOI]

45.	楼 芳. 砷制剂治疗实体瘤的研究进展. 临床肿瘤学杂志. 2000;5:69-73.  [PubMed]  [DOI]

46.	Mahieux R, Pise-Masison C, Gessain A, Brady JN, Olivier R, Perret E, Misteli T, Nicot C. Arsenic trioxide induces apoptosis in human T-cell leukemia virus type 1- and type 2-infected cells by a caspase-3-dependent mechanism involving Bcl-2 cleavage. Blood. 2001;98:3762-3769.  [PubMed]  [DOI]

47.	巨 立中, 成 军, 钟 彦伟. 核因子kB的信号转导机制及研究策略. 世界华人消化杂志. 2004;12:948-950.  [PubMed]  [DOI]

48.	Tabellini G, Cappellini A, Tazzari PL, Falà F, Billi AM, Manzoli L, Cocco L, Martelli AM. Phosphoinositide 3-kinase/Akt involvement in arsenic trioxide resistance of human leukemia cells. J Cell Physiol. 2005;202:623-634.  [PubMed]  [DOI]

49.

Bodwell JE, Kingsley LA, Hamilton JW. Arsenic at very low concentrations alters glucocorticoid receptor (GR)-mediated gene activation but not GR-mediated gene repression: complex dose-response effects are closely correlated with levels of activated GR and require a functional GR DNA binding domain. Chem Res Toxicol. 2004;17:1064-1076.  [PubMed]  [DOI]

50.	Shen ZY, Shen WY, Chen MH, Shen J, Cai WJ, Yi Z. Nitric oxide and calcium ions in apoptotic esophageal carcinoma cells induced by arsenite. World J Gastroenterol. 2002;8:40-43.  [PubMed]  [DOI]

51.	Shen ZY, Shen WY, Chen MH, Shen J, Cai WJ, Zeng Y. Mitochondria, calcium and nitric oxide in the apoptotic pathway of esophageal carcinoma cells induced by As2O3. Int J Mol Med. 2002;9:385-390.  [PubMed]  [DOI]

52.	Iwama K, Nakajo S, Aiuchi T, Nakaya K. Apoptosis induced by arsenic trioxide in leukemia U937 cells is dependent on activation of p38, inactivation of ERK and the Ca2+-dependent production of superoxide. Int J Cancer. 2001;92:518-526.  [PubMed]  [DOI]

53.	Zhu J, Okumura H, Ohtake S, Nakamura S, Nakao S. Arsenic trioxide induces apoptosis in leukemia/lymphoma cell lines via the CD95/CD95L system. Oncol Rep. 2003;10:705-709.  [PubMed]  [DOI]

54.	Liao WT, Chang KL, Yu CL, Chen GS, Chang LW, Yu HS. Arsenic induces human keratinocyte apoptosis by the FAS/FAS ligand pathway, which correlates with alterations in nuclear factor-kappa B and activator protein-1 activity. J Invest Dermatol. 2004;122:125-129.  [PubMed]  [DOI]

55.	Ivanov VN, Hei TK. Arsenite sensitizes human melanomas to apoptosis via tumor necrosis factor alpha-mediated pathway. J Biol Chem. 2004;279:22747-22758.  [PubMed]  [DOI]